Guía docente de Mecanismos y Metodologías de Biología Molecular Aplicada (M78/56/1/1)

Curso 2023/2024
Fecha de aprobación por la Comisión Académica 26/06/2023

Máster

Máster Universitario en Biología Molecular Aplicada a Empresas Biotecnológicas (Bioenterprise)

Módulo

Módulo 1: Docencia Obligatoria

Rama

Ciencias

Centro Responsable del título

Escuela Internacional de Posgrado

Semestre

Primero

Créditos

6

Tipo

Obligatorio

Tipo de enseñanza

Presencial

Profesorado

  • Abdelali Daddaoua
  • María Olga Martínez Augustín
  • José Dámaso Vílchez Rienda

Horario de Tutorías

Abdelali Daddaoua

Email
Anual
  • Martes 9:00 a 12:00 (Despacho)
  • Jueves 9:00 a 12:00 (Despacho)

María Olga Martínez Augustín

Email
No hay tutorías asignadas para el curso académico.

José Dámaso Vílchez Rienda

Email
No hay tutorías asignadas para el curso académico.

Breve descripción de contenidos (Según memoria de verificación del Máster)

  • Diferencias funcionales y de relación entre procariotas y eucariotas.
  • Integración en células aisladas.
  • Señales extracelulares en organismos unicelulares.
  • Transducción de señales en organismos pluricelulares.
  • Proliferación celular y apoptosis. Proliferación de orgánulos subcelulares.
  • Transcripción: Regulación  y técnicas de identificación de sitios de iniciación.
  • Ensayos funcionales para análisis de promotores. Identificación y análisis de regiones de control.
  • Identificación de proteínas de unión a DNA, factores de transcripción reguladores. Ensamblajes de complejos de transcripción.
  • Degradación de RNAs.
  • Mecanismos y control de los ciclos de iniciación y elongación. Terminación y reciclado de ribosomas. Antibióticos. Chaperonas.
  • Proteasomas y otros mecanismos. Control de la degradación de proteínas.

Prerrequisitos y/o Recomendaciones

Se recomienda tener conocimientos básicos de Biología Celular, Biología Molecular.

Competencias

Competencias Básicas

  • CB6. Poseer y comprender conocimientos que aporten una base u oportunidad de ser originales en desarrollo y/o aplicación de ideas, a menudo en un contexto de investigación.
  • CB7. Que los estudiantes sepan aplicar los conocimientos adquiridos y su capacidad de resolución de problemas en entornos nuevos o poco conocidos dentro de contextos más amplios (o multidisciplinares) relacionados con su área de estudio.
  • CB8. Que los estudiantes sean capaces de integrar conocimientos y enfrentarse a la complejidad de formular juicios a partir de una información que, siendo incompleta o limitada, incluya reflexiones sobre las responsabilidades sociales y éticas vinculadas a la aplicación de sus conocimientos y juicios.
  • CB9. Que los estudiantes sepan comunicar sus conclusiones y los conocimientos y razones últimas que las sustentan a públicos especializados y no especializados de un modo claro y sin ambigüedades.
  • CB10. Que los estudiantes posean las habilidades de aprendizaje que les permitan continuar estudiando de un modo que habrá de ser en gran medida autodirigido o autónomo.

Competencias Generales

  • CG01. Hablar bien en público. 
  • CG02. Asumir responsabilidades en lo que respecta al desarrollo de conocimientos y/o prácticas profesionales y a la revisión del rendimiento estratégico de equipos 
  • CG03. Desarrollar capacidades para preparar y gestionar proyectos de Investigación y/o de Desarrollo. 

Competencias Específicas

  • CE01. Adquirir conocimientos altamente especializados, algunos de ellos a la vanguardia en un campo de trabajo o estudio concreto, que sienten las bases de un pensamiento o investigación originales en el campo de la Biología Molecular y su relación con las empresas biotecnológicas. 

Resultados de aprendizaje (Objetivos)

  • Integrar los conocimientos de Biología Molecular en órganos y sistemas funcionales.
  • Conocer los aspectos claves de la regulación de los mecanismos moleculares
  • Conocer las influencias de agentes externos sobre el control de los mecanismos moleculares celulares
  • Conocer y saber aplicar la mutación y modificación del material genético
  • Conocer y saber aplicar los conocimientos sobre recambio de proteínas y su degradación controlada
  • Conocer y utilizar adecuadamente técnicas e instrumentación avanzadas de Biología Molecular e ingeniería genética

Programa de contenidos Teóricos y Prácticos

Teórico

  1. Tema 1.- Técnicas avanzadas de manipulación de ácidos nucleicos para generar sondas y ADN recombinante. 
  • Métodos de purificación, amplificación y clonación de ácidos nucleicos.
  • Métodos de alto rendimiento de purificación de ácidos nucleicos, Polimerasas especializadas para la amplificación mediante PCR de fragmentos de DNA.
  • Nuevos vectores y técnicas de clonación: RestrictionCloning, Golden GateCloning y Sequence and Ligation Independent Cloning (SLIC).
  1. Tema 2: Métodos de cuantificación de la expresión génica mediante PCR a tiempo real.
  • Fundamento y optimización.
  • Selección del compuesto fluorescente: compuestos de unión al DNA y sondas fluorescentes.
  • Diseño experimental: singleplex o multiplex.
  • Selección de fluoróforos y quenchers.
  • Diseño y optimización de reacciones con SYBR Green y sondas TaqMan.
  • Normalización y Validación de resultados mediante el uso de genes housekeeper, normas MIQE (Minimum Information for Publication of Quantitative Real-Time PCR Experiments).
  • Análisis de datos. Cuantificación absoluta.
  • Cuantificación relativa: normalización por unidad de masa o respecto a un gen de referencia (métodos 2^(-ΔΔCt), ΔCt y Pfaffl)
  1. Tema 3.- Transcripción y Regulación.
  • Técnicas de identificación de sitios de iniciación.
  • Análisis  de interacciones de proteínas con el ADN o con sus efectores.
  • Técnicas básicas de Identificación de sitios de iniciación y análisis de regiones de control de la expresión génica.
  • Identificación de proteínas de unión a DNA (factores y reguladores de transcripción).
  • Ensamblajes de complejos de transcripción.
  • Degradación de RNAs. 
  • Ventajas e inconvenientes de las técnicas de Primer Extensión, RPA, digestión con nucleasa S1 y sistemas basados en genes reporteros.
  1. Tema 4.- Técnicas de análisis de la vida media de mRNA y proteínas como procesos reguladores de la expresión génica.
  • Técnicas de determinación de la vida media del mRNA, uso de genes reporteros y antibióticos específicos.
  • Técnicas de marcaje de proteínas en cultivos celulares para el análisis de la vida media de las mismas.
  1. Tema 5.- Métodos de estudio de cascadas de señalización implicadas en la regulación de la expresión e integración.
  • Métodos de análisis de fosforilación y modificación de proteínas mediante el uso de fosfoanticuerpos y espectrometría de masas.
  • Uso de inhibidores específicos para la disección de rutas de señalización.
  • Genes reporteros como marcadores de rutas de señalización.
  • Métodos de análisis de translocación al núcleo como indicadores de señalización.
  1. Tema 6.- Bioinformática.
  • Conocer las principales bases de datos bioinformáticas para búsqueda y análisis transcriptómica y proteómica.

Práctico

  1. Práctica 1. Técnicas básicas de cultivo de líneas celulares eucariotas.
  • Mantenimiento de las células en cultivo.
  • Extracción de RNA total de líneas celulares eucariotas.
  • Retrotranscripción del mRNA a cDNA.
  • Estudio de  los niveles de expresión del gen TSC22D3 usando la técnica del PCR a tiempo real (qPCR).
  • Determinación de la temperatura óptima de hibridación de los oligonucleótidos, elaboración de una recta estándar para el cálculo de la eficiencia de amplificación.
  • Realización de las reacciones de amplificación pertinentes.
  • Análisis de los datos y discusión de los resultados obtenidos.
  1. Práctica 2. Amplificación a partir de DNA genómico de secuencias promotoras.
  • Uso de diferentes estrategias de clonación de los fragmentos amplificados .
  •  Análisis de los mismos mediante restricción y electroforesis en geles de agarosa convencionales y desnaturalizante en poliacrilamida.
  1. Práctica 3. Ensayos funcionales para análisis de promotores mediante genes reporteros.
  • Cultivo bacteriano.
  • Clonación de DNA recombinante.
  • Transformación.
  • Selección de clones de interés.
  • Determinación de los niveles de expresión promotora mediante la medida de la actividad  B galactosidasa.
  1. Práctica 4. Estudio de interacción de una proteína con una secuencia promotora.
  • Ensayo de EMSA (electrophoretic mobility shift assay).
  • Electroforesis en Geles nativos en poliacrilamida.
  • Análisis de los resultados.

Bibliografía

Bibliografía fundamental

  • Molecular Biology of the Cell. Bruce Alberts, Alexander Johnson, Julian Lewis, David Morgan, Martin Raff, Keith Roberts, Peter Walter. (6thed) Garland Science. 2014
  • Biotechnology.David Clark, Nanette Pazdernik. (2nded) Academic Cell. Elsevier. 2016
  • Molecular Biology. David Clark. Academic Cell. Elsevier. 2010
  • Principes of Molecular Biology. Burton Tropp. Jones and Bartlett Learning. 2014
  • Molecular Cloning. A laboratory manual. Michael Green and Joseph Sambrook. (4thed) Cold Spring Harbor Press. 2012
  • http://onlinelibrary.wiley.com/book/10.1002/0471142727
  • Protocols in Molecular Biology. John Walker ed.Humana Press

Bibliografía complementaria

  • Manual De Biotecnología para el Grado de Farmacia. Técnica Avicam.  Fleming. 2022. ISBN: 978-84-19494-06-1
  • Current Protocols in Molecular Biology. Wiley Online Library.

Enlaces recomendados

  • NCBIhttp://www.ncbi.nlm.nih.gov/
  • BIOEDIT http://www.mbio.ncsu.edu/bioedit/bioedit.html
  • BLAST http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi?PAGE=Nucleotides/
  • GENBANK http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank
  • ExPASy http://expasy.org/
  • GENECARDS V3 HUMAN GENEShttp://www.genecards.org/
  • PROTEIN DATA BANK http://www.rcsb.org/pdb/home/home.do
  • OMIM ® http://www.ncbi.nlm.nih.gov/omim/
  • PUBMED http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/
  • WATCUThttp://watcut.uwaterloo.ca/watcut/watcut/template.php?act=snp_new
  • NEBCUTTER http://tools.neb.com/NEBcutter2/
  • VIRTUAL RIBOSOME http://www.cbs.dtu.dk/services/VirtualRibosome/
  • PRIMER3 http://frodo.wi.mit.edu/primer3/

Metodología docente

  • MD01 Análisis de casos: En los que los estudiantes tendrán que aplicar conocimientos a las situaciones concretas planteadas, hacer apuestas por aquella solución más fundada en situaciones donde la información es incompleta, lo cuál es una práctica corriente entre los profesionales y servirá para elaborar ideas con las que diseñar proyectos de investigación. 
  • MD02 Trabajo colaborativo: Análisis y crítica de proyectos/artículos de innovación/investigación. 
  • MD03 Lecciones magistrales y asistencia a conferencias de profesorado invitado o conferencias organizadas por la universidad, etc. en donde el alumno pueda obtener una visión amplia del campo de estudio. Estas lecciones se complementarán con seminarios de discusión de ideas y aplicaciones. 
  • MD04 Prácticas de laboratorio o planta piloto y visitas a por unidades funcionales de empresas. En ambas se persigue el conocimiento de las diferentes metodologías de trabajo. En algunos casos sustituyen al análisis de casos, al tratarse de casos prácticos a resolver. 

Evaluación (instrumentos de evaluación, criterios de evaluación y porcentaje sobre la calificación final.)

Evaluación Ordinaria

La evaluación en la convocatoria ordinaria se realizará siguiendo los sistemas de evaluación y calificación se describen en: http://masteres.ugr.es/bioenterprise/pages/info_academica/index

Evaluación Extraordinaria

La evaluación en la convocatoria extraordinaria se realizará siguiendo los sistemas de evaluación y calificación se describen en: http://masteres.ugr.es/bioenterprise/pages/info_academica/index

Evaluación única final

La evaluación en la  la evaluación única final se realizará siguiendo los sistemas de evaluación y calificación se describen en: http://masteres.ugr.es/bioenterprise/pages/info_academica/index

Información adicional

Información de interés para estudiantado con discapacidad y/o Necesidades Específicas de Apoyo Educativo (NEAE): Gestión de servicios y apoyos (https://ve.ugr.es/servicios/atencion-social/estudiantes-con-discapacidad).